Luận án Nghiên cứu khả năng phân hủy Hydrocarbon dầu mỏ của một số chủng vi khuẩn tía quang hợp tạo màng sinh học phân lập tại Việt Nam
Khối lượng lớn (hiện tượng “nở hoa”) của PSB thường được phát hiện trong
các hệ sinh thái thủy sinh có sulfide. Đa số các loài trong nhóm này có thể sinh
trưởng trên môi trường chứa sulfide và có thể oxy hoá sulfide ở các mức độ khác
nhau thành các dạng lưu huỳnh không độc hại như: S0, S4O62- hoặc SO42- [5].
Trong đáy ao nuôi trồng thủy sản ven biển thường có hàm lượng sulfate đáng
kể, nhóm vi khuẩn khử sulfate hoạt động tích cực tạo thành sulfide ở tầng đáy,
sulfide khuếch tán từ tầng đáy lên trên theo cột nước bởi sự chênh lệch gradient
nồng độ. Sulfide kích hoạt sự phát triển của PSB ở vùng có ánh sáng xuyên qua và
hàm lượng sulfide tối ưu. Ở các độ sâu khác nhau có thể thu nhận được các loài
khác nhau. Nếu sinh khối của VKTQH phát triển mạnh mẽ, sẽ xuất hiện sự “nở
hoa” của ao, hồ làm cho ao, hồ có màu đỏ tía hoặc đỏ nâu. Khi sự “nở hoa” trong
ao, hồ xảy ra, người ta có thể phân biệt được hình thái tế bào đặc trưng của các chi
VKTQH dưới kính hiển vi. Trong các ao, hồ có sự “nở hoa” có thể bắt gặp hỗn hợp
các loài hoặc có thể chỉ xuất hiện 1 loài VKTQH [6].
Hiện tượng “nở hoa” của PNSB thường xảy ra ở các môi trường mà nồng độ
sulfide thấp (hoặc không có). Chúng thường được tìm thấy trong các các ao hồ tù
đọng, các nguồn nước thải, trong các hệ thống xử lý nước thải… Các hồ xử lý nước
thải được xem là nơi có các điều kiện phù hợp cho PNSB sinh trưởng. Các PNSB
đã được tìm thấy ở trong các hệ thống xử lý nước thải như: Rodobacter (Rba.)
capsulatus, (Rba.) sphaeroides, Rhodopseudomonas (Rps.) faecalis,
Rhodopseudomonas (Rps.) palustris, Rhodospirillum (Rsp.) photometricum,
Blastochloris viridis, Rubrivivax gelatinosus, Rhodocyclustenuis, Rubrivivax
gelatinosus… [5, 7, 8, 9].
Tác giả Okubo và cộng sự (2006) đã phát hiện ra nhóm PNSB trong kênh
chứa nước thải chăn nuôi tạo nên một tấm thảm có màu đỏ, trong đó xuất hiện các
loài như Rba. sphaeroides, Rba. capsulatus và các loài trong chi
Rhodopseudomonas, đặc biệt là Rps. palustris [9].
Ngoài ra có thể gặp đại diện của VKTQH trong một số thủy vực có điều kiện
khắc nghiệt như: suối nước nóng, suối lưu huỳnh thủy vực kiềm hóa, thủy vực có
tính acid, ở vùng biển có độ mặn cao và thậm chí cả ở hồ có băng bao phủ. Quá
trình quang hợp của VKTQH có thể diễn ra ở nhiêt độ cao nhất có thể lên tới 57oC
và thấp nhất ở 0oC; dải pH có thể thấp đến 3 và cao đến 11; ở độ mặn có thể lên tới
giá trị bão hòa của NaCl (~32%) … [5]
các hệ sinh thái thủy sinh có sulfide. Đa số các loài trong nhóm này có thể sinh
trưởng trên môi trường chứa sulfide và có thể oxy hoá sulfide ở các mức độ khác
nhau thành các dạng lưu huỳnh không độc hại như: S0, S4O62- hoặc SO42- [5].
Trong đáy ao nuôi trồng thủy sản ven biển thường có hàm lượng sulfate đáng
kể, nhóm vi khuẩn khử sulfate hoạt động tích cực tạo thành sulfide ở tầng đáy,
sulfide khuếch tán từ tầng đáy lên trên theo cột nước bởi sự chênh lệch gradient
nồng độ. Sulfide kích hoạt sự phát triển của PSB ở vùng có ánh sáng xuyên qua và
hàm lượng sulfide tối ưu. Ở các độ sâu khác nhau có thể thu nhận được các loài
khác nhau. Nếu sinh khối của VKTQH phát triển mạnh mẽ, sẽ xuất hiện sự “nở
hoa” của ao, hồ làm cho ao, hồ có màu đỏ tía hoặc đỏ nâu. Khi sự “nở hoa” trong
ao, hồ xảy ra, người ta có thể phân biệt được hình thái tế bào đặc trưng của các chi
VKTQH dưới kính hiển vi. Trong các ao, hồ có sự “nở hoa” có thể bắt gặp hỗn hợp
các loài hoặc có thể chỉ xuất hiện 1 loài VKTQH [6].
Hiện tượng “nở hoa” của PNSB thường xảy ra ở các môi trường mà nồng độ
sulfide thấp (hoặc không có). Chúng thường được tìm thấy trong các các ao hồ tù
đọng, các nguồn nước thải, trong các hệ thống xử lý nước thải… Các hồ xử lý nước
thải được xem là nơi có các điều kiện phù hợp cho PNSB sinh trưởng. Các PNSB
đã được tìm thấy ở trong các hệ thống xử lý nước thải như: Rodobacter (Rba.)
capsulatus, (Rba.) sphaeroides, Rhodopseudomonas (Rps.) faecalis,
Rhodopseudomonas (Rps.) palustris, Rhodospirillum (Rsp.) photometricum,
Blastochloris viridis, Rubrivivax gelatinosus, Rhodocyclustenuis, Rubrivivax
gelatinosus… [5, 7, 8, 9].
Tác giả Okubo và cộng sự (2006) đã phát hiện ra nhóm PNSB trong kênh
chứa nước thải chăn nuôi tạo nên một tấm thảm có màu đỏ, trong đó xuất hiện các
loài như Rba. sphaeroides, Rba. capsulatus và các loài trong chi
Rhodopseudomonas, đặc biệt là Rps. palustris [9].
Ngoài ra có thể gặp đại diện của VKTQH trong một số thủy vực có điều kiện
khắc nghiệt như: suối nước nóng, suối lưu huỳnh thủy vực kiềm hóa, thủy vực có
tính acid, ở vùng biển có độ mặn cao và thậm chí cả ở hồ có băng bao phủ. Quá
trình quang hợp của VKTQH có thể diễn ra ở nhiêt độ cao nhất có thể lên tới 57oC
và thấp nhất ở 0oC; dải pH có thể thấp đến 3 và cao đến 11; ở độ mặn có thể lên tới
giá trị bão hòa của NaCl (~32%) … [5]
Bạn đang xem 20 trang mẫu của tài liệu "Luận án Nghiên cứu khả năng phân hủy Hydrocarbon dầu mỏ của một số chủng vi khuẩn tía quang hợp tạo màng sinh học phân lập tại Việt Nam", để tải tài liệu gốc về máy hãy click vào nút Download ở trên.
File đính kèm:
- luan_an_nghien_cuu_kha_nang_phan_huy_hydrocarbon_dau_mo_cua.pdf
- Đóng góp mới của Luận án, Tiếng việt. Nguyệt.doc
- Đóng góp mới của Luận án. Tiếng Anh. Nguyệt.doc
- Đóng góp mới.pdf
- QĐ.pdf
- Tóm tắt luận án Tiếng Anh. Nguyệt.pdf
- Tóm tắt luận án Tiếng Việt. Nguyệt.pdf
- Trích yếu luận án. Nguyệt.doc
- Trích yếu.pdf
Nội dung text: Luận án Nghiên cứu khả năng phân hủy Hydrocarbon dầu mỏ của một số chủng vi khuẩn tía quang hợp tạo màng sinh học phân lập tại Việt Nam
- 100 12. J.F. Imhoff and M.T. Madigan, International Committee on Systematics of Prokaryotes Subcommitteee on the taxonomy of phototrophic bacteria, Minutes of the meetings, 27 August 2003, Tokyo, Japan, Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2004, 54, 1001–1003. 13. M.T. Madigan, Anoxygenic phototrophic bacteria from extreme environments, Photosynth. Res., 2003, 76 (1), 157-171. 14. R.A. Niederman, Development and dynamics of the photosynthetic apparatus in purple phototrophic bacteria, BBA-Bioenergetics, 2016, 1857 (3), 232-246. 15. S. Bahatyrova, R.N. Frese, C.A. Siebert, J.D. Olsen, K.O. Van Der Werf, R. Van Grondelle, R.A. Niederman, P.A. Bullough, C. Otto & C.N. Hunter, The native architecture of a photosynthetic membrane, Nature, 2004, 430 (7003), 1058-1062. 16. X. Hu, T. Ritz, A. Damjanović, F. Autenrieth and K. Schulten, Photosynthetic apparatus of purple bacteria Published, Quarterly Reviews of Biophysics, 2002, 35 (1), 1-62. 17. Nguyễn Lân Dũng, Nguyễn Đình Quyền, Phạm Văn Ty, Vi sinh vật học, NXB Giáo Dục, 2009, Hà Nội. 18. X. Liu, L. Huang, C. Rensing, J. Ye, K.H. Nealson, S. Zhou, Syntrophic interspecies electron transfer drives carbon fixation and growth by Rhodopseudomonas palustris under dark, anoxic conditions, Sci. Adv., 2021, 7 (27), eabh1852. 19. J. F. Imhoff, T. Rahn, S. Künzel & S. C. Neulinger, New insights into the metabolic potential of the phototrophic purple bacterium Rhodopila globiformis DSM 161T from its draft genome sequence and evidence for a vanadium-dependent nitrogenase, Arch. Microbiol., 2018, 200, 847–857. 20. E. Petushkova, S. Iuzhakov & A. Tsygankov, Differences in possible TCA cycle replenishing pathways in purple non-sulfur bacteria possessing glyoxylate pathway, Photosynth. Res., 2019, 139 (1), 523–537. 21. E.P. Petushkova & A.A. Tsygankov, Acetate metabolism in the purple non-sulfur bacterium Rhodobacter capsulatus, Biochemistry (Moscow), 2017, 82 (5), 587-605. 22. J.C. Willison, Pyruvate and acetate metabolism in the photosynthetic bacterium Rhodobacter capsulatus, Microbiology, 1988, 134 (9), 2429-2439. 23. G. Schon, H. Voelskow, Pyruvate fermentation in Rhodospirillum rubrum after transfer from aerobic to anaerobic conditons in the dark, Arch. Microbiol., 1976,
- 102 36. S. Kahkashan, X. Wang, M. Ya, J. Chen, Y. Wu, Y. Cai, M. Saleem, A. Inam, J. Aftab, Evaluation of marine sediment contamination by polycyclic aromatic hydrocarbons along the Karachi coast, Pakistan, 11 years after the Tasman Spirit oil spill, Chemosphere, 2019, 233, 652-659. 37. A. Ferguson, H. Solo-Gabriele, K. Mena, Assessment for oil spill chemicals: Current knowledge, data gaps, and uncertainties addressing human physical health risk, Mar. Pollut. Bull., 2020, 150, 110746. 38. N. Afshar-Mohajer, M.A. Fox, K. Koehler, The human health risk estimation of inhaled oil spill emissions with and without adding dispersant, Sci. Total Environ., 2019, 654, 924-932. 39. A.L. Rung, E. Oral, E. Fontham,D.J. Harrington, E.J. Trapido & E.S. Peters, The Long-Term Effects of the Deepwater Horizon Oil Spill on Women's Depression and Mental Distress, Disaster medicine and public health preparedness, 2019, 13(2), 183-190. 40. J. Krishnamurthy, L.S. Engel, L. Wang, E.G. Schwartz, K. Christenbury, B. Kondrup, J. Barrett, J.A. Rusiecki, Neurological symptoms associated with oil spill response exposures: Results from the Deepwater Horizon Oil Spill Coast Guard Cohort Study, Environ. Int., 2019, 131, 104963. 41. A. J. L. Quist, D. S. Rohlman, R. K. Kwok, P. A. Stewart, M. R. Stenzel, A. Blair, A. K. Miller, M. D. Curry, D. P. Sandler, L. S. Engel, Deepwater Horizon oil spill exposures and neurobehavioral function in GuLF study participants, Environ. Res., 2019, 179, 108834. 42. E.V. Sedusova, I.V. May and S.V. Kleyn, To the problem of the natural environment quality in the oil storage and transshipment facilities zones of influence, IOP Conf. Ser.: Earth Environ. Sci., 2020, 548 (6), 062088. 43. T.E. Bidleman, M.D. Walla, R. Roura, E. Carr, S. Schmidt, Organochlorine pesticides in the atmosphere of the southern ocean and Antarctica, January – March, 1990, Mar. Pollut. Bull., 1993, 26 (5), 258-262. 44. L. Yu, M. Han, F. He, A review of treating oily wastewater, Arab. J. Chem., 2017, 10 (2), S1913 – S1922. 45. V. Todoroviê, Acute phenol poisoning, Medicinski Pregled, 2003, 56, 37-41.
- 104 community in a petroleum-contaminated soil, Int. Biodeterior. Biodegrad., 2016, 107, 158-164. 59. R.J. Brooijmans, M.I. Pastink, R.J. Siezen, R.J. Brooijmans, M.I. Pastink, R.J. Siezen, Hydrocarbon-degrading bacteria: the oil-spill clean-up crew, Microb. Biotechnol., 2009, 2 (6), 587-594. 60. A. Marietou, R. Chastain, F. Beulig, A. Scoma, T.C. Hazen, D.H. Bartlett, The Effect of Hydrostatic Pressure on Enrichments of Hydrocarbon Degrading Microbes From the Gulf of Mexico Following the Deepwater Horizon Oil Spill, Front. Microbiol., 2018, 9, 808. 61. D. Ramirez, L. Vega-Alvarado, B. Taboada, A. Estradas-Romero, L. Soto, K. Juarez, Bacterial diversity in surface sediments from the continental shelf and slope of the North West gulf of Mexico and the presence of hydrocarbon degrading bacteria, Mar. Pollut. Bull., 2020, 150, 110590. 62. R.M.M. Abed, J. Al-Sabahi, F. Al-Maqrashi, A. Al-Habsi, M. Al-Hinaia, Characterization of hydrocarbon-degrading bacteria isolated from oil- contaminated sediments in the Sultanate of Oman and evaluation of bioaugmentation and biostimulation approaches in microcosm experiments, Int. Biodeterior. Biodegrad., 2014, 89, 58-66. 63. N. Swissa, Y. Nitzan, Y. Anker, R. Cahan, Biofilter based on a biofilm immobilized on geo-textile sheets for rapid atrazine biodegradation, Int. Biodeterior. Biodegrad., 2015, 105, 146–152. 64. M. Gomila, A. Busquets, E. García-Valdés, E. Michael, R. Cahan, Y. Nitzan, J. Lalucat, Draft Genome Sequence of the Toluene-Degrading Pseudomonas stutzeri Strain ST-9, Genome Announc., 2015, 3 (3), e00567-15. 65. E. Michael, M. Gomila, J. Lalucat, Y. Nitzan, I. Pechatnikov, R. Cahan, Proteomic Assessment of the Expression of Genes Related to Toluene Catabolism and Porin Synthesis in Pseudomonas stutzeri ST-9, J. Proteome Res., 2017, 16 (4), 1683–1692. 66. H. Wilkes, J. Schwarzbauer (auth.), K.N. Timmis (eds.), Handbook of Hydrocarbon and Lipid Microbiology, Springer-Verlag Berlin Heidelberg, 2010. 67. A. Hougardy, B.J. Tindall and J.H. Klemme, Rhodopseudomonas rhenobacensis sp. nov., a new nitrate-reducing purple non-sulfur bacterium, Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2000, 50 (3), 985-992.
- 106 78. Y. Oda, W.G. Meijer, J. L. Gibson, J.C. Gottschal, L.J. Forney, Analysis of diversity among 3-cholrobenzoate-degrading strains of Rhodopseudomonas palutris, Microb. Ecol., 2004, 47 (1), 68-79. 79. Đinh Thị Thu Hằng, Nghiên cứu sự phân hủy sinh học hợp chất hydrocarbon mạch vòng ở một số vi khuẩn quang hợp tía phân lập tại Việt Nam, Luận án tiến sỹ sinh học, Viện Công nghệ sinh học-Viện Hàn lâm Khoa học và Công nghệ Việt Nam, 2007. 80. D.S. Sampaio, J.R.B. Almeida, H.E. de Jesus, A.S. Rosado, L. Seldin, D. Jurelevicius, Distribution of Anaerobic Hydrocarbon-Degrading Bacteria in Soils from King George Island, Maritime Antarctica, Microb. Ecol., 2017, 74 (4), 810- 820. 81. K. Venkidusamy and M. Megharaj, Electrophototrophic Bacterium Rhodopseudomonas palustris Strain RP2, Exhibits Hydrocarbonoclastic Potential in Anaerobic Environments, Front. Microbiol., 2016, 7, 1017. 82. W. Fritsche and M. Hofrichter, Aerobic degradation by microorganisms, Biotechnology set, 2001, 144-167. 83. A.I. Al-Turki, Microbial Polycyclic Aromatic Hydrocarbons Degradation in Soil, Res. J. Environ. Toxicol., 2009, 3 (1), 1-8. 84. S. Labana, M. Kapur, D.K. Malik, D. Prakash, R.K. Jain, Diversity, biodegradation and bioremediation of polycyclic aromatic hydrocarbons, Environmental bioremediation technologies, 2007, 409-443. 85. D. Berry, T. Gutierrez, Evaluating the detection of hydrocarbon-degrading bacteria in 16S rRNA gene sequencing surveys, Front. Microbiol., 2017, 8, 896. 86. B. Kumari, S.N. Singh & D.P. Singh, Induced degradation of crude oil mediated by microbial augmentation and bulking agents, Int. J. Environ. Sci. Technol., 2016, 13 (4), 1029–1042. 87. S. Rabodonirina, R. Rasolomampianina, F. Krier, D. Drider, D. Merhaby, S. Net, B. Ouddane, Degradation of fluorene and phenanthrene in PAHs-contaminated soil using Pseudomonas and Bacillus strains isolated from oil spill sites, J. Environ. management, 2019, 232, 1-7. 88. R. Chakraborty and J.D. Coates, Anaerobic degradation of monoaromatic hydrocarbons, Appl. Microbiol. Biotechnol., 2004, 64 (4), 437-446.
- 108 100. A. Brune and B. Schink, Phloroglucinol pathway in the strickly anaerobic Pelobacter acidigallici: fermentation of trihydroxybenzenes to acetate via triacetic acid, Arch. Microbiol., 1992, 157 (5), 417-424. 101. B. Schink, Energetics of syntrophic cooperation in methanogenic degradation, Microbiol. Mol. Biol. Rev., 1997, 61 (2), 262-280. 102. P. Khanna, B. Rajkumar and N. Jothikumar, Anoxygenic degradation of aromatic substances by Rhodopseudomonas palustris, Curr. Microbiol., 1992, 25(2), 63-67. 103. M.T. Madigan, D.O. Jung and S.M. Resnick, Growth of the purple bacterium Rhodobacter capsulatus on the aromatic compound Hippurate, Arch. Microbiol., 2001, 175 (6), 462-465. 104. Y. Oda, S.K. Samanta, F.E. Rey, L. Wu, X. Liu, T. Yan, J. Zhou, C.S. Harwood, Functional Genomic Analysis of Three Nitrogenase Isozymes in the Photosynthetic Bacterium Rhodopseudomonas palustris, J. Bacteriol., 2005, 187 (22), 7784-7794. 105. R. Kotoky, S. Das, L.P. Singha, P. Pandey, K.M. Singha, Biodegradation of Benzo(a)pyrene by biofilm forming and plant growth promoting Acinetobacter sp. Strain, Environmental Technology & Innovation, 2017, 8, 256-268. 106. A.R. Johnsen, L.Y. Wick, and H. Harms, Principles of microbial PAH degradation in soil, Environ. Pollut., 2005, 133 (1), 71-84. 107. G.A. O’Toole, H.B. Kaplan & R. Kolter, Biofilm formation as microbial development, Annu. Rev. Microbiol., 2000, 54 (1), 49–79. 108. K.N. Nisha, V. Devi, P. Varalakshmi, B. Ashokkumar, Biodegradation and utilization of dimethylformamide by biofilm forming paracoccus sp. strains Mku1 and Mku2, Bioresour. Technol., 2015, 188, 9-13. 109. Y. Shao, Y. Wang, X. Wu, X. Xu, S. Kong, L. Tong, Z Jiang & B. Li, Biodegradation of PAHs by acinetobacter isolated from karst groundwater in a coal-mining area, Environ. Earth Sci., 2015, 73 (11), 7479-7488. 110. Y. Zhang, F. Wang, X. Zhu, J. Zeng, Q. Zhao, X. Jiang, Extracellular polymeric substances govern the development of biofilm and mass transfer of polycyclic aromatic hydrocarbons for improved biodegradation, Bioresour. Technol., 2015, 193, 274-280. 111. J. Wimpenny, W. Manz, U. Szewzyk, Heterogeneity in biofilm, FEMS Microbiol. Rev., 2000, 24 (5), 661–671.
- 110 cells using annonaceous acetogenins for biofilm formation stimulation on polyurethane foam, J. Environ. Chem. Eng., 2017, 5 (1), 189-195. 121. F. Deng, C. Liao, C. Yang, C. Guo and Z. Dang, Enhanced biodegradation of pyrene by immobilized bacteria on modified biomass materials, Int. Biodeterior. Biodegrad., 2016, 110, 46-52. 122. D. Hou, X. Shen, Q. Luo, Y. He, Q. Wang & Q. Liu, Enhancement of the diesel oil degradation ability of a marine bacterial strain by immobilization on a novel compound carrier material, Mar. Pollut. Bull., 2013, 67 (1-2), 146–151. 123. Đỗ Văn Tuân, Lê Thị Nhi Công, Đỗ Thị Liên, Đồng Văn Quyền, Đánh giá khả năng phân hủy các thành phần hydrocarbon trong nước thải nhiễm dầu tại kho xăng dầu Đỗ Xá, Hà Nội bằng màng sinh học từ sinh vật gắn trên vật liệu mang xơ dừa, Tạp chí Khoa học ĐHQGHN: Khoa học Tự nhiên và Công nghệ, 2017, 33(2S), 274-279. 124. F. Yamaga, K. Washio, M. Morikawa, Sustainable Biodegradation of Phenol by Acinetobacter calcoaceticus P23 Isolated from the Rhizosphere of Duckweed Lemna aoukikusa, Environ. Sci. Technol., 2010, 44 (16), 6470-6474. 125. C.V. Ramana, C. Sasikala, K. Arunasri, P.A. Kumar, T. Srinivas, S. Shivaji, P. Gupta, J. Süling, J.F. Imhoff, Rubrivivax benzoatilyticus sp. nov., an aromatic, hydrocarbon-degrading purple betaproteobacterium, Int. J. Syst Evol. Microbiol., 2006, 56 (9), 2157-2164. 126. K.J. Lo, S.K. Lee, C.T. Liu, Development of a low-cost culture medium for the rapid production of plant growthpromoting Rhodopseudomonas palustris strain PS3, PloS one, 2020, 15 (7), e0236739. 127. T. Kulakovskaya, A. Zvonarev, K. Laurinavichius, G. Khokhlova, M. Vainshtein, Efect of Fe on inorganic polyphosphate level in autotrophic and heterotrophic cells of Rhodospirillum rubrum, Arch. Microbiol., 2019, 201 (9), 1307–1312. 128. Nguyễn Thị Minh Đức, Thực tập vi sinh học, NXB Đại học Quốc Gia, 2001, Hà Nội. 129. C. Francke, and J. Amesz, The size of the photosynthetic unit in purple bacteria, Photosynth. Res., 1995, 46 (1), 347-352.
- 112 142. Nghiem Ngoc Minh, Nguyen Huong Quynh, Cung Thi Ngoc Mai, Biological characteristics and some factors affecting the pyrene-biodegrading ability of strain BTL4 isolated from industrial wasterwater at industrial zone Tuliem, Hanoi, J. Biotechnol., 2012, 10 (2), 397-385. 143. Z. Yan, Y. Zhang, H. Wu, M. Yang, H. Zhang, Z. Hao and H. Jiang, Isolation and characterization of a bacterial strain Hydrogenophaga sp. PYR1 for anaerobic pyrene and benzo[a]pyrene biodegradation, RSC Adv., 2017, 7 (74), 46690-46698. 144. K.J. Rockne, J.C. Chee-Sanford, R.A. Sanford, B.P. Hedlund, J.T. Staley, and S.E. Strand, Anaerobic Naphthalene Degradation by Microbial Pure Cultures under Nitrate-Reducing Conditions, Appl. Environ. Microbiol., 2000, 66 (2), 1595 – 1601. 145. M. Zhang, F. Zhang, Z. Ma & Y. Wan, Nitrogen Biogeochemistry of Anaerobic Biodegradation of Naphthalene, Water, Air, & Soil Pollution, 2019, 230 (222). 146. Y.J. Liu, A.N. Zhang, X.C. Wang, Biodegradation of phenol by using free and immobilized cells of Acinetobacter sp. XA05 and Sphingomonas sp. FG03, Biochem. Eng. J., 2009, 44 (2–3), 187-192. 147. Y. Nor Suhaila, A. Ariff, M. Rosfarizan and I. Abdul Latif, S.A. Ahmad, M.N. Norazah, M.Y.A. Shukor, Optimization of Parameters for Phenol Degradation by Rhodococcus UKM-P in Shake Flask Culture, Proceedings of the world congress on engineering, 2010, 1. 148. Cung Thị Ngọc Mai, Thái Thị Thùy Dương, Nguyễn Văn Bắc, Nguyễn Thị Thu Huyền, Nghiêm Ngọc Minh, Phân lập chủng vi khuẩn BTLP1 có khả năng phân hủy phenol bằng phương pháp phân tích trình tự nucleotit của đoạn gen 16S rARN, Tạp chí Khoa học và Công nghệ, 2012, 50 (1), 13-19. 149. W. Wang, S. Wang, X. Ren, Z. Hu, S. Yuan, Rapid establishment of phenol- and quinoline-degrading consortia driven by the scoured cake layer in an anaerobic baffled ceramic membrane bioreactor, Environ. Sci. Pollut. Res., 2017, 24 (33), 26125–26135. 150. J. Lin, L. Gan, Z. Chen, R. Naidu, Biodegradation of tetradecane using Acinetobacter venetianus immobilized on bagasse, Biochem. Eng. J., 2015, 100, 76- 82. 151. Y. Liang, X. Zhang, D. Dai, G. Li, Porous biocarrier-enhanced biodegradation of crude oil contaminated soil, Int. Biodeterior. Biodegrad., 2009, 63, 80-87.
- 114 161. S.N. Nunal, S.M.S. Santander-de Leon, E. Bacolod, J. Koyama, S. Uno, M. Hidaka, T. Yoshikawa & H. Maeda, Bioremediation of heavily oil-polluted seawater by a bacterial consortium immobilized in cocopeat and rice hull powder, Biocontrol Sciences, 2014, 19 (1), 11–22. 162. J. Xue, Y. Wu, Z. Liu, M. Li, X. Sun, H. Wang & B. Liu, Characteristic Assessment of Diesel-degrading Bacteria Immobilized on Natural Organic Carriers in Marine Environment: the Degradation Activity and Nutrient, Scientific Reports, 2017, 7 (1), 1-9. 163. G.E. Wright & M.T. Madigan, Photocatabolism of aromatic compounds by the phototrophic purple bacterium Rhodomicrobiumvannielii, Appl. Environ. Microbiol., 1991, 57 (7), 2069–2073. 164. S. Lamichhane, K.C. Bal Krishna, R. Sarukkalige, Polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) removal by sorption: a review, Chemosphere, 2016, 148, 336-353. 165. R. Farber, I. Dabush-Busheri, G. Chaniel, S. Rozenfeld, E. Bormashenko, V. Multanen, R. Cahan, Biofilm grown on wood waste pretreated with cold low- pressure nitrogen plasma: Utilization for toluene remediation, Int. Biodeterior. Biodegrada., 2019, 139, 62-69. 166. S. Manohar, C.K. Kim, T.B. Karegoudar, Enhanced degradation of naphthalene by immobilization of Pseudomonas sp. strain NGK1 in polyurethane foam, Appl. Microbiol. Biotechnol., 2001, 55 (3), 311-316. 167. X.Q. Tao, Q.N. Lu, J.P. Liu, T. Li, L.N. Yang, Rapid degradation of Phenanthrene by using Sphingomonas sp. GY2B immobilized in calcium alginate gel beads, Int. J. Environ. Res. Public Health, 2009, 6 (9), 2470-2480. 168. R. Huang, W. Tian, Q. Liu, H. Yu, X. Jin, Y. Zhao, Y. Zhou, G. Feng, Enhanced biodegradation of pyrene and indeno (1,2,3-cd) pyrene using bacteria immobilized in cinder beads in estuarine wetlands, Mar. Pollut. Bull., 2016, 102 (1), 128-133. 169. H. Zhang, J. Tang, L. Wang, J. Liu, R.G. Gurav, K. Sun, A novel bioremediation strategy for petroleum hydrocarbon pollutants using salt tolerant Corynebacterium variabile HRJ4 and biochar, J. Environ. Sci., 2016, 47, 7-13. 170. Lê Thị Nhi Công, Cung Thị Ngọc Mai, Đỗ Văn Tuân, Đồng Văn Quyền, Khả năng phân hủy hydrocarbon thơm của màng sinh học từ vi sinh vật gắn trên giá thể
- 116 PHỤ LỤC Phụ lục 1. Khả năng tạo màng sinh học của các chủng dựa trên bắt giữ tím tinh thể của màng sinh học
- 118 Phụ lục 3: Sắc kí đồ về hàm lượng naphthalene còn lại trong các mẫu dịch nuôi cấy sau 14 ngày.
- 120 Phụ lục 5: Sự phân hủy hydrocarbon no (%) của dầu thô sau 14 ngày nuôi cấy bởi màng sinh học đơn chủng và đa chủng VKTQH không giá thể DD4 DQ41 FO2 MSH đa chủng K không giá thể nC10 84.68±1.11 84.79±1.19 85.15±1.27 86.95±1.13 0.33±0.002 nC11 84.68±1.26 84.79±1.13 85.15±1.72 86.95±1.58 0.26±0.008 nC12 84.68±2.37 84.79±2.69 85.15±1.91 86.95±1.48 0.23±0.004 nC13 84.67±1.23 84.65±1.54 85.14±1.63 85.98±1.26 0.55±0.003 nC14 84.64±1.18 83.71±1.23 85.12±1.51 83.55±1.53 5.73±0.32 nC15 84.08±1.55 81.74±1.42 84.45±1.17 79.82±1.26 5.84±0.53 nC16 82.60±1.99 81.07±1.83 83.03±1.11 77.87±1.29 4.05±0.15 nC17 80.89±1.76 80.29±1.64 81.32±1.55 76.08±1.48 4.21±0.18 nC18 80.29±1.11 80.30±1.25 80.66±1.68 75.55±1.24 3.08±0.17 nC19 79.58±1.91 79.87±1.31 79.91±1.19 75.59±1.81 2.08±0.05 nC20 79.26±1.35 79.68±1.28 79.61±1.73 75.98±1.14 2.86±0.06 nC21 78.88±1.12 79.45±1.67 79.30±1.88 77.37±1.13 2.07±0.09 nC22 78.64±1.29 79.26±1.32 79.09±1.11 78.95±1.13 2.18±0.09 nC23 78.09±1.12 78.73±1.87 78.53±1.65 80.72±1.13 2.12±0.07 nC24 78.04±1.28 78.70±1.91 78.51±1.76 82.76±1.26 2.17±0.03 nC25 76.99±1.71 77.74±1.93 77.49±1.11 83.98±1.26 1.42±0.01 nC26 77.15±1.16 77.90±1.29 77.80±1.98 85.37±1.84 0.97±0.002 nC27 76.93±1.93 77.64±1.76 77.57±1.51 86.03±1.39 0.99±0.003 nC28 78.20±1.32 78.82±1.24 78.86±1.89 86.49±1.38 2.06±0.02 nC29 78.52±1.56 79.08±1.98 79.11±1.11 86.66±1.58 2.02±0.06 nC30 79.82±1.24 80.25±1.28 80.34±2.03 86.78±1.84 1.08±0.02 nC31 80.62±1.98 80.95±1.57 81.15±1.82 86.82±1.38 0.63±0.009 nC32 81.49±1.35 81.73±1.28 81.99±1.11 86.84±1.89 1.01±0.007 nC33 82.48±1.88 82.70±1.28 83.05±1.32 86.90±1.69 1.05±0.001 nC34 83.36±1.11 83.45±1.2 83.76±1.5 86.92±1.26 0.51±0.001 nC35 83.70±1.56 83.81±1.35 84.13±1.57 86.90±1.82 1.15±0.001
- 122 Phụ lục 6: Sự phân hủy hydrocarbon no (%) của dầu thô sau 14 ngày nuôi cấy bởi màng sinh học đa chủng VKTQH trên giá thể MSH đa Sỏi nhẹ MSH đa chủng Xơ dừa MSH đa Mút xốp chủng trên trên xơ dừa chủng trên sỏi nhẹ mút xốp nC10 89.71±1.86 1.03±0.02 92.38±1.92 7.99±0.03 98.95±1.86 1.03±0.01 nC11 89.71±1.84 0.69±0.06 92.38±1.39 8.97±1.65 99.05±1.76 0.69±0.003 nC12 89.71±1.73 0.58±0.009 92.38±2.31 8.57±2.59 98.51±2.81 0.58±0.003 nC13 89.35±1.11 0.55±0.004 92.19±1.98 8.91±0.32 98.05±2.34 0.55±0.001 nC14 87.57±1.13 5.73±0.21 90.99±2.33 7.99±0.7 96.95±1.91 5.73±0.13 nC15 84.32±1.15 16.84±0.87 88.79±1.13 7.75±0.23 96.51±1.39 6.84±0.78 nC16 81.76±1.44 20.55±0.98 88.18±1.13 7.15±0.34 95.95±1.26 6.55±0.12 nC17 79.29±1.68 24.21±1.01 87.50±1.13 6.95±0.09 85.56±1.89 4.21±0.11 nC18 78.02±1.94 23.28±0.75 87.6±1.26 6.92±0.07 85.50±1.13 3.28±0.13 nC19 77.48±1.26 24.86±0.19 87.33±1.28 6.65±0.23 84.95±1.13 4.86±0.24 nC20 77.25±1.21 24.86±0.28 87.22±1.27 6.05±0.43 84.19±1.13 4.83±0.18 nC21 79.16±1.32 25.75±0.61 86.62±1.82 6.25±0.22 84.15±1.98 5.75±0.33 nC22 80.70±1.38 25.88±0.98 86.86±1.38 5.78±0.23 84.19±1.38 5.88±0.19 nC23 82.89±1.59 27.92±0.18 86.39±1.63 5.42±0.26 84.95±1.78 2.92±0.02 nC24 85.40±1.53 27.61±0.52 86.43±1.45 18.95±0.23 84.15±1.54 2.61±0.09 nC25 86.81±1.13 31.24±0.97 85.59±1.81 18.95±0.55 79.91±1.59 3.24±0.03 nC26 88.14±1.13 30.27±0.78 85.75±1.48 18.95±0.12 78.65±1.75 3.27±0.08 nC27 88.93±1.13 30.96±0.27 85.57±1.13 18.95±0.18 80.75±1.38 3.96±0.06 nC28 89.27±1.38 25.68±0.56 86.70±1.13 18.95±0.11 74.55±1.87 2.68±0.01 nC29 89.44±1.26 25.29±0.67 86.93±1.13 18.95±0.24 77.55±1.23 2.29±0.04 nC30 89.54±1.91 19.84±0.23 88.08±1.26 18.95±0.63 74.95±1.82 1.84±0.09 nC31 89.57±1.48 17.33±0.18 88.72±1.84 18.95±0.58 74.18±1.19 1.33±0.03 nC32 89.58±1.38 14.04±0.25 89.46±1.38 18.95±0.42 74.05±1.84 1.04±0.008 nC33 89.65±1.13 9.65±0.11 90.46±1.93 18.95±0.31 73.95±1.5 2.65±0.003 nC34 89.68±1.13 6.50±0.19 91.11±1.87 18.95±0.28 73.87±1.84 2.50±0.002 nC35 89.64±1.13 4.55±0.02 91.50±2.32 18.95±0.11 73.91±1.3 4.55±0.003